Colonnes à membrane de silice pour centrifugation : principes, architecture en couches et optimisation pour la purification des acides nucléiques
Colonnes à membrane de silice pour centrifugation : principes, architecture en couches et optimisation pour la purification des acides nucléiques
La purification des acides nucléiques figure parmi les flux de travail les plus fréquemment exécutés en biologie moléculaire moderne, pourtant la colonne au cœur de ce processus — la colonne à membrane de silice pour centrifugation — demeure mal comprise par de nombreux praticiens. Chaque année, d'innombrables heures sont perdues dans les laboratoires à résoudre des problèmes de faibles rendements, de mauvais rapports A260/A280 et d'échec des réactions en aval, tandis que la cause profonde réside souvent dans une inadéquation entre l'architecture de la colonne et l'application. Le présent article examine la physico-chimie régissant la liaison des acides nucléiques médiée par la silice, la manière dont le nombre de couches détermine les performances selon les différentes tâches de purification, ainsi que la sélection et l'optimisation des paramètres de la colonne pour l'obtention de résultats cohérents et de qualité publiable.
Table des matières
- La chimie de la liaison des acides nucléiques médiée par la silice
- Architecture en couches : surface spécifique, résistance à l'écoulement et compromis liaison-élution
- Trois configurations et leur logique biochimique
- Colonnes de silice comparées aux méthodes de purification alternatives
- Optimisation du protocole : pH, concentration en chaotrope et résidus d'éthanol
- Pièges courants et dépannage fondé sur les preuves
- Matrice de décision pour la sélection
- Ressources supplémentaires
1. La chimie de la liaison des acides nucléiques médiée par la silice
Le principe fondamental qui sous-tend toutes les purifications d'acides nucléiques à base de silice revêt une simplicité trompeuse : en présence de fortes concentrations de sels chaotropiques, l'ADN et l'ARN se lient de manière sélective et réversible aux surfaces de silice. Cette observation, mise à profit pour la première fois de manière systématique par Boom et ses collaborateurs en 1990 pour l'isolement des acides nucléiques à partir d'échantillons cliniques au moyen de particules de silice et de thiocyanate de guanidine (GuSCN), a transformé la biologie moléculaire en remplaçant l'extraction dangereuse et laborieuse au phénol-chloroforme qui constituait la référence absolue depuis les années 1950.
Le mécanisme opère par une combinaison d'effets de déshydratation et de charge. Selon la série d'Hofmeister, les ions guanidinium et iodure sont fortement chaotropiques — ils perturbent le réseau d'eau lié par liaisons hydrogène qui solvate à la fois la surface de silice et le squelette phosphate des acides nucléiques. À des concentrations de GuSCN ou de chlorhydrate de guanidine (GuHCl) de 4–6 M, la couche d'eau structurée entourant le squelette phosphodiester chargé négativement de l'ADN se trouve rompue, exposant ainsi les groupes phosphate. Simultanément, la surface de silice (SiO2), qui à pH neutre présente des groupements silanol (Si–OH) partiellement déprotonés en silanolate (Si–O−), perd sa couche d'hydratation. L'environnement à force ionique élevée qui en résulte a pour effet d'écranter la répulsion électrostatique entre l'ADN chargé négativement et la surface de silice, tandis que la structure de l'eau perturbée par le chaotrope crée une condition thermodynamiquement favorable au contact ADN-silice par l'intermédiaire de liaisons hydrogène entre les oxygènes des phosphates et les groupements silanol de surface, auxquelles s'ajoutent des interactions de van der Waals plus faibles.
La force motrice thermodynamique de cette liaison a été caractérisée par calorimétrie de titration isotherme. L'association est principalement régie par l'entropie — la libération de molécules d'eau ordonnées à la fois des surfaces de l'ADN et de la silice lors de la liaison prévaut sur le coût enthalpique de l'interaction ADN-silice. C'est pourquoi l'efficacité de liaison augmente avec la température dans la plage de 15–37 °C : une énergie thermique plus élevée facilite le déplacement de l'eau. La constante de liaison (Ka) est d'environ 106–107 M−1 dans des conditions chaotropiques optimales, ce qui rend l'interaction suffisamment forte pour la capture (>95 % typiquement retenus sur la membrane) tout en demeurant réversible lors de la réhydratation avec un tampon à faible force ionique.
L'inversion — l'élution — constitue simplement l'inverse thermodynamique. À mesure que le chaotrope est éliminé par lavage et remplacé par un tampon à faible force ionique (typiquement du Tris-EDTA à pH 8,0–8,5 ou de l'eau exempte de nucléases), la structure de l'eau autour de l'ADN et de la silice se reforme. Les liaisons hydrogène entre les oxygènes des phosphates de l'ADN et les groupements silanol de la silice sont déplacées par compétition avec les molécules d'eau, et l'ADN est libéré en solution. Le chauffage du tampon d'élution à 55–70 °C accélère ce processus par l'augmentation de la mobilité de l'eau et la réduction de la barrière d'activation pour la désorption, ce qui explique pourquoi un tampon d'élution préchauffé améliore généralement le rendement de 10–30 % par rapport à une élution à température ambiante dans des comparaisons directes.
La longueur des fragments module l'efficacité de liaison selon un argument simple de surface spécifique : les molécules d'ADN de plus grande taille présentent davantage de groupes phosphate par molécule, ce qui autorise une fixation multivalente à la surface de silice. C'est pourquoi la récupération des fragments inférieurs à 100 pb chute fortement — il existe tout simplement moins de contacts phosphate-silanol retenant chaque fragment court à la membrane. La limite pratique est typiquement située dans la gamme de 50–100 pb, en deçà de laquelle les taux de récupération chutent à 20–60 % selon le protocole spécifique et la composition du chaotrope.
2. Architecture en couches : surface spécifique, résistance à l'écoulement et compromis liaison-élution
Le terme « couche » dans une colonne de silice pour centrifugation désigne le nombre de disques de membrane de silice empilés dans le corps de la colonne. Il ne s'agit pas d'un simple détail de fabrication — ce paramètre détermine la surface de liaison disponible, la résistance à l'écoulement rencontrée par l'échantillon pendant la centrifugation et, en dernière analyse, la capacité de liaison et le débit de la colonne. La compréhension de l'importance du nombre de couches nécessite l'examen de la dynamique des fluides régissant l'écoulement à travers une membrane poreuse.
La loi de Darcy décrit l'écoulement d'un liquide à travers un milieu poreux :
Q = (kAΔP) / (μL)
où Q est le débit volumétrique, k est la perméabilité de la membrane de silice, A est la surface de la section transversale, ΔP est la chute de pression à travers la membrane (générée par la force centrifuge), μ est la viscosité du fluide, et L est l'épaisseur de la membrane. L'ajout de chaque couche de silice supplémentaire augmente L, réduisant Q de manière proportionnelle pour une vitesse angulaire et une géométrie de colonne données. C'est pourquoi les colonnes à 8 couches nécessitent des temps de centrifugation plus longs ou des forces g plus élevées pour atteindre le même débit d'échantillon qu'une colonne à 4 couches.
Cependant, l'augmentation de L s'accompagne également d'une augmentation de la surface totale disponible pour la liaison de l'ADN. La membrane de silice constitue un réseau poreux tridimensionnel dont la surface spécifique est typiquement comprise entre 200 et 500 m2/g, selon la taille des particules de silice et la densité de compactage. Le doublement du nombre de couches entraîne approximativement le doublement des sites de liaison disponibles — mais seulement jusqu'au point où les molécules d'ADN présentes dans l'échantillon disposent de suffisamment de temps et de proximité pour interagir avec la surface de silice. À de faibles concentrations de chaotrope ou avec des temps de contact courts, il se peut que les couches de membrane les plus internes ne contribuent que peu de capacité supplémentaire, étant donné que les molécules d'ADN sont capturées par les couches les plus externes avant d'atteindre l'intérieur.
Cette limitation cinétique explique un phénomène fréquemment observé : la capacité de liaison n'évolue pas de manière parfaitement linéaire avec le nombre de couches. Une colonne à 6 couches peut offrir environ 1,5 à 2 fois la capacité d'une colonne à 4 couches pour l'ADN plasmidique, tandis qu'une colonne à 8 couches peut ne fournir que 2,5 à 3 fois la capacité de la colonne à 4 couches, au lieu des 2 fois qu'une extrapolation naïve prédirait à partir du rapport 4 à 6 couches. La survenue de rendements décroissants s'explique par la concentration du taux de capture de l'ADN en amont — la première couche de membrane rencontrée par l'échantillon lie la plus grande fraction de l'ADN, et chaque couche suivante se trouve exposée à une concentration d'ADN progressivement appauvrie.
La résistance à l'écoulement impose également des contraintes pratiques. À mesure que L augmente, le temps de centrifugation nécessaire pour le passage complet de l'échantillon et des tampons de lavage à travers la colonne augmente. Dans la configuration à 4 couches, les temps de centrifugation typiques sont de 30–60 secondes à 10 000–13 000 × g. Dans la configuration à 8 couches, des temps de centrifugation de 60–120 secondes peuvent être nécessaires. Un temps de centrifugation insuffisant est l'une des causes les plus courantes de résidus d'éthanol, ce qui abaisse les rapports A260/A230 et inhibe les réactions enzymatiques en aval.
3. Trois configurations et leur logique biochimique
Les colonnes de silice pour centrifugation commerciales sont typiquement disponibles en trois configurations de couches, chacune étant optimisée pour une classe distincte de tâches de purification. La logique sous-jacente découle directement de la physico-chimie décrite ci-dessus.
4 couches : purification de produits de PCR
La colonne à 4 couches constitue la solution de référence pour la purification post-enzymatique. Les produits de PCR présentent typiquement une taille comprise entre 100 pb et plusieurs kilobases et se trouvent en solution à des concentrations de 10–100 ng/μL après amplification. La capacité de liaison requise est modeste — typiquement de l'ordre de 5–10 μg par colonne — et le principal défi réside dans l'élimination efficace des amorces non incorporées (typiquement de 18–30 nucléotides), des dNTP, de la polymérase et des sels de tampon. La conception à 4 couches fournit une surface suffisante pour une capture complète tout en minimisant l'épaisseur de membrane qui prolongerait le temps de centrifugation et augmenterait le risque de rétention de chaotrope.
Pour l'extraction sur gel — où l'ADN doit être récupéré à partir d'agarose fondue — la configuration à 4 couches est également privilégiée. L'agarose dissoute dans un tampon de liaison chaotropique forme une solution visqueuse qui traverse plus aisément les empilements de membrane plus fins. L'utilisation d'une colonne à 8 couches pour l'extraction sur gel entraîne souvent l'apparition de résidus d'agarose visibles à la surface de la membrane, en raison d'un colmatage prématuré des couches supérieures, ce qui réduit le rendement de 10–20 % par rapport à la conception à 4 couches.
La récupération pour les fragments supérieurs à 100 pb dépasse typiquement 80 % dans des conditions optimisées (rapport tampon de liaison/échantillon correct, pH 5,0–6,0 dans le tampon de liaison). En dessous de 70 pb, la récupération chute fortement — à environ 40–60 % à 50 pb et en dessous de 20 % pour les fragments de moins de 40 pb. Cette limite inférieure de taille est gouvernée par le nombre d'interactions phosphate-silanol par molécule plutôt que par un effet physique de taille de pores, puisque les pores de la membrane de silice (typiquement 5–50 nm) sont bien plus grands que même les plus grosses molécules d'acide nucléique.
6 couches : miniprep d'ADN plasmidique
La purification de plasmides soulève un défi fondamentalement différent. Une culture typique d'E. coli de 1–5 mL sur une nuit contient 2–20 μg d'ADN plasmidique en présence de milligrammes d'ADN génomique, d'ARN, de protéines et de débris de paroi cellulaire. La méthode de lyse alcaline (Birnboim & Doly, 1979) dénature sélectivement l'ADN génomique et les protéines tout en maintenant le plasmide surenroulé en solution, mais le lysat neutralisé contient encore des contaminants substantiels qui entrent en compétition pour les sites de liaison à la silice.
La colonne à 6 couches offre une surface de liaison accrue pour accommoder la masse cible plus élevée tout en tolérant la matrice complexe du lysat. La capacité de liaison est évaluée à environ 20 μg d'ADN plasmidique par colonne dans des conditions standard, avec des rapports A260/A280 se situant régulièrement dans la plage de 1,8–2,0 lorsque les étapes de lavage sont effectuées correctement. Les couches supplémentaires améliorent également l'élimination du chaotrope résiduel et de l'éthanol pendant les étapes de lavage — un point critique pour l'ADN plasmidique destiné à la transfection ou à la transcription in vitro, où même une contamination à l'état de traces par l'éthanol peut être cytotoxique ou inhibitrice.
Un paramètre souvent négligé est le rapport entre le volume de culture et la capacité de la colonne. La surcharge — traiter plus de 5 mL de culture plasmidique à haut nombre de copies sur une seule colonne à 6 couches — entraîne une contamination par de l'ADN génomique visible sous forme d'une traînée de haut poids moléculaire au-dessus de la bande surenroulée sur gels d'agarose. Cela se produit parce que la capacité de liaison est dépassée et que les acides nucléiques en excès, qui seraient normalement éliminés par lavage, saturent au contraire la membrane et empêchent un lavage correct des fragments génomiques liés de manière non spécifique.
8 couches : extraction d'ADN génomique et d'ARN total
L'extraction d'ADN génomique à partir de tissus, de cellules en culture ou de sang total représente l'application la plus exigeante pour les colonnes de silice. La molécule cible est de grande taille (typiquement des fragments de 20–200 kb après fragmentation lors de la lyse), présente en quantités de l'ordre du microgramme (5–50 μg attendus à partir de 106 cellules de mammifères), et doit être séparée d'un mélange complexe de protéines dénaturées, de lipides et de polysaccharides. La surface de membrane maximale offerte par la colonne à 8 couches est essentielle pour capturer la masse totale d'ADN génomique sans saturation.
\n\nLa capacité de liaison d'une colonne à 8 couches est typiquement de 30–50 μg pour l'ADN génomique. Pour l'extraction d'ARN total — où la cible est simple brin et présente donc moins de contacts de liaison par nucléotide — la capacité peut atteindre 50–100 μg, ce qui reflète la masse plus élevée d'ARN pouvant être accommodée par unité de surface en raison de la structure repliée plus compacte des molécules d'ARN dans les solutions chaotropiques.
Une distinction critique entre l'extraction d'ADN génomique et l'extraction d'ARN réside dans la composition du chaotrope. La liaison de l'ADN est robuste sur une gamme de sels de guanidine incluant le GuHCl et le GuSCN, tandis que la liaison de l'ARN est significativement améliorée par le thiocyanate de guanidine, lequel constitue également un puissant inhibiteur de RNase. La combinaison de GuSCN avec du β-mercaptoéthanol (ou du DTT) dans le tampon de lyse remplit une triple fonction : elle dénature simultanément les RNases, solubilise le tissu et favorise la liaison ARN-silice, ce qui explique la prédominance des protocoles à base de GuSCN dans les flux de travail d'extraction d'ARN total. Les colonnes utilisées pour le travail sur l'ARN doivent être certifiées exemptes de DNase/RNase et manipulées avec des gants afin de prévenir la contamination par les RNases environnementales, dans la mesure où les colonnes de silice ne font pas de discrimination entre les types d'acides nucléiques — elles lient l'ARN et l'ADN avec une efficacité comparable dans des conditions chaotropiques identiques.
4. Colonnes de silice comparées aux méthodes de purification alternatives
Les colonnes à membrane de silice pour centrifugation occupent une position spécifique dans le paysage de la purification des acides nucléiques, définie par des compromis concernant le rendement, la pureté, la rapidité, l'évolutivité et le coût. Une compréhension quantitative de ces compromis permet une sélection rationnelle de la méthode.
| Méthode | Rendement type | Pureté (A₂₆₀/A₂₈₀) | Temps | Débit | Coût/prép. | Danger |
|---|---|---|---|---|---|---|
| Colonne de silice | 70–95 % | 1,8–2,0 | 10–20 min | 24–48 | 0,30–1,00 $ | Chaotrope (irritant) |
| Phénol-chloroforme | 80–98 % | 1,7–1,9 | 60–90 min | 12–24 | 0,10–0,30 $ | Élevé (toxique, cancérogène) |
| Billes magnétiques | 75–95 % | 1,8–2,0 | 15–30 min | 96–384 | 1,00–3,00 $ | Aucun (automatisé) |
| Résine échangeuse d'anions | 85–98 % | 1,85–2,05 | 30–45 min | 12–24 | 1,50–4,00 $ | Faible |
| Précipitation seule | 50–90 % | 1,4–1,8 | 30–60 min | 24–96 | 0,05–0,15 $ | Aucun |
Les colonnes de silice offrent le meilleur compromis entre rapidité, pureté et coût pour la majorité des flux de travail de routine en laboratoire. L'extraction au phénol-chloroforme continue de fournir les rendements les plus élevés — particulièrement pour les grands fragments d'ADN génomique — mais les dangers associés et la charge de travail l'ont largement reléguée aux protocoles spécialisés. Les méthodes à base de billes magnétiques prédominent dans les flux de travail à haut débit et automatisés (formats 96 et 384 puits), bien qu'avec un coût par échantillon significativement plus élevé. La chromatographie par échange d'anions produit l'ADN de la plus haute pureté, avec des rapports A260/A280 dépassant régulièrement 1,90 et des niveaux d'endotoxine inférieurs à 0,1 UE/μg — il s'agit de la méthode de choix pour l'ADN plasmidique destiné aux applications de qualité transfection et aux vecteurs de thérapie génique clinique. La simple précipitation à l'alcool sans étape de liaison en phase solide produit un ADN de pureté insuffisante pour la plupart des réactions enzymatiques et doit être réservée à la concentration en masse d'échantillons déjà purifiés.
5. Optimisation du protocole : pH, concentration en chaotrope et résidus d'éthanol
Malgré la simplicité apparente du cycle liaison-lavage-élution, plusieurs paramètres influencent de manière critique les performances et sont fréquemment négligés dans les protocoles standard.
\n\npH du tampon de liaison. Le pH optimal pour la liaison de l'ADN médiée par la silice se situe dans la gamme de 5,0–6,5. En dessous de pH 5,0, la dépurination de l'ADN devient significative, particulièrement à des températures élevées, tandis qu'au-dessus de pH 6,5, la surface de silice acquiert une densité plus élevée de groupements silanol déprotonés (pKa du silanol ≈ 4,5–7,0 selon l'environnement local), ce qui augmente la répulsion électrostatique et réduit l'efficacité de liaison. Les tampons de liaison commerciaux sont typiquement formulés avec de l'acétate de sodium ou du Tris-acétate afin de maintenir cette plage optimale étroite.
Rapport chaotrope/échantillon. La concentration finale en chaotrope après mélange du tampon de liaison avec l'échantillon doit dépasser environ 3 M pour une liaison efficace. Pour la purification de PCR — où l'échantillon est principalement aqueux — un rapport 5:1 de tampon de liaison sur échantillon est standard, donnant une concentration finale de GuHCl d'environ 4–5 M. Pour les morceaux de gel d'agarose, un rapport 3:1 (tampon:gel, v/p) est utilisé, avec incubation à 50–60 °C pour dissoudre l'agarose avant le chargement. Une sous-concentration en chaotrope est une cause fréquente de faible rendement — l'ADN reste hydraté et traverse la colonne sans se lier.
Teneur en éthanol du tampon de lavage. Le tampon de lavage contient typiquement 70–80 % d'éthanol, ce qui a pour effet de maintenir l'état déshydraté du complexe ADN-silice tout en dissolvant les sels résiduels. Des concentrations d'éthanol inférieures à 60 % comportent un risque d'élution prématurée de l'ADN pendant l'étape de lavage. Inversement, l'élimination incomplète de l'éthanol — qu'elle soit due à un temps de centrifugation insuffisant, à des tubes collecteurs surchargés qui entrent en contact avec la sortie de la colonne, ou à l'utilisation d'éthanol froid (dont la viscosité est plus élevée) — laisse de l'éthanol résiduel dans l'éluat. Une concentration même de 1–2 % (v/v) d'éthanol peut inhiber la Taq polymérase et la T4 ADN ligase, produisant des PCR ou des ligations échouées qui sont souvent attribuées à tort à une défaillance des réactifs. Une centrifugation à sec supplémentaire (2–3 minutes à vitesse maximale avec le tube collecteur vidé) après la dernière étape de lavage permet d'éliminer cette variable.
Cinétique d'élution. La recommandation standard consistant à « ajouter le tampon d'élution au centre de la membrane et incuber pendant 1–5 minutes » repose sur la cinétique de diffusion. La pénétration de l'eau dans la matrice de silice, la désorption de l'ADN et la diffusion de celui-ci hors de la membrane dans la solution globale nécessitent un certain temps. L'incubation à 55–70 °C permet de réduire le temps nécessaire de 5 minutes à 1–2 minutes, par l'augmentation du coefficient de diffusion de l'ADN à travers les pores de la membrane. Pour une récupération maximale avec un volume minimal, une élution en deux étapes — consistant à éluer d'abord avec 50 % du volume final souhaité, centrifuger, puis répéter l'opération avec les 50 % restants — peut augmenter la récupération totale de 10–20 % par rapport à une élution en une seule étape de volume total égal.
6. Pièges courants et dépannage fondé sur les preuves
| Symptôme | Cause la plus probable | Action corrective |
|---|---|---|
| Faible rendement (<50 %) | Tampon de liaison / concentration en chaotrope insuffisants | Vérifier le rapport tampon de liaison:échantillon ; contrôler le pH du tampon (doit être de 5,0–6,5) |
| A260/A230 faible (<1,8) | Résidus de chaotrope ou d'éthanol | Ajouter une centrifugation à sec supplémentaire (2–3 min) ; s'assurer que la sortie de la colonne ne touche pas le liquide dans le tube collecteur |
| A260/A280 faible (<1,7) | Contamination par des protéines | Réduire la quantité d'échantillon ; assurer une lyse et une neutralisation complètes ; ajouter une étape de lavage supplémentaire |
| A260/A280 élevé (>2,2) | Contamination par de l'ARN dans la préparation d'ADN | Ajouter un traitement à la RNase A pendant la lyse ; pour l'ADN génomique, inclure une étape RNase avant la liaison |
| Le gel montre une traînée d'ADN génomique au-dessus de la bande plasmidique | Surcharge de la colonne ; volume de culture dépassant la capacité | Réduire le volume de culture à 1–3 mL pour les plasmides à haut nombre de copies ; répartir sur plusieurs colonnes |
| La colonne se colmate / pas d'écoulement | Dissolution incomplète de l'agarose ; viscosité excessive de l'échantillon | Assurer une dissolution complète de l'agarose à 50–60 °C ; diluer les lysats visqueux avec du tampon de liaison supplémentaire |
| Mauvaise récupération des petits fragments (<200 pb) | Contacts de liaison insuffisants ; concentration d'éthanol trop faible | Ajouter de l'isopropanol au mélange de liaison (1 volume) ; réduire le volume d'élution ; utiliser un protocole spécialisé pour les fragments courts |
| Échec de la PCR/ligation en aval | Inhibition par l'éthanol résiduel | Ajouter 2–3 min de centrifugation à sec ; sécher la colonne à l'air à TA pendant 5 min avant l'élution ; utiliser des stocks d'éthanol frais |
7. Matrice de décision pour la sélection
Le tableau ci-dessous résume le choix de colonne recommandé par application, type d'échantillon et masse d'ADN attendue. Il convient de l'utiliser comme point de départ, et non comme une prescription rigide — les variables spécifiques au protocole telles que la méthode de lyse, la formulation du chaotrope et le fabricant de la colonne peuvent modifier ces recommandations.
| Application | Source de l'échantillon | Rendement attendu | Couches recommandées | Taille de fragment cible |
|---|---|---|---|---|
| Purification de PCR | Mélange réactionnel de PCR (25–100 μL) | 0,1–5 μg | 4 couches | 100 pb–10 kb |
| Extraction sur gel | Morceau de gel d'agarose | 0,05–2 μg | 4 couches | 100 pb–10 kb |
| Purification de réaction enzymatique | Digestion de restriction, ligation, marquage | 0,1–2 μg | 4 couches | Toute taille |
| Miniprep plasmide (haut nombre de copies) | E. coli, 1–5 mL de culture LB | 2–20 μg | 6 couches | 3–15 kb (plasmide) |
| Miniprep plasmide (faible nombre de copies) | E. coli, 1–5 mL de culture LB | 0,5–5 μg | 6 couches | 3–20 kb (plasmide) |
| ADN génomique (cellules) | Cellules de mammifères en culture (10⁵–10⁷) | 5–30 μg | 8 couches | 20–200 kb |
| ADN génomique (tissu) | Tissu animal/végétal (5–25 mg) | 2–20 μg | 8 couches | 20–150 kb |
| ADN génomique (sang) | Sang total (200–500 μL) | 3–15 μg | 8 couches | 20–100 kb |
| Extraction d'ARN total | Cellules en culture (10⁵–10⁷) | 5–50 μg | 8 couches | Tous (18S/28S intacts) |
| ADN/ARN viral | Sérum, plasma, surnageant (200 μL) | 0,01–1 μg | 8 couches | Variable |
8. Ressources supplémentaires
Pour les chercheurs à la recherche de consommables fiables, MUHWA Scientific propose des colonnes à membrane de silice pour centrifugation en configurations 4 couches, 6 couches et 8 couches, chacune étant optimisée pour les applications discutées ci-dessus. L'ensemble des colonnes est certifié exempt de DNase/RNase et conditionné par 100 pièces par paquet.
Pour des lectures complémentaires sur la méthodologie de purification des acides nucléiques, il convient de consulter Boom et al. (1990) Journal of Clinical Microbiology 28(3):495–503 pour la méthode fondatrice silice-chaotrope ; Vogelstein & Gillespie (1979) PNAS 76(2):615–619 pour le protocole original de récupération d'ADN sur poudre de verre ; ainsi que les directives MIQE (Bustin et al., 2009) Clinical Chemistry 55(4):611–622 pour les bonnes pratiques de PCR quantitative incluant l'évaluation de la qualité des acides nucléiques.
Avertissement : Le présent article est fourni à des fins éducatives et informatives uniquement. Les protocoles doivent être validés pour des types d'échantillons et des applications en aval spécifiques. Les spécifications des produits sont fournies par le fabricant et peuvent varier selon le lot. Conformément à la réglementation européenne, ce produit répond aux exigences du règlement UE 2017/746 (IVDR) relatif aux dispositifs médicaux de diagnostic in vitro.
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